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Biología de las comunicaciones volumen 6, Número de artículo: 583 (2023) Citar este artículo

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La capacidad de obtener imágenes de la química celular a nanoescala es clave para comprender la biología celular, pero muchas microscopías ópticas están restringidas por el límite de difracción de ~(200–250)nm. Las técnicas de microscopía electrónica y fluorescencia de superresolución superan este límite, pero se basan en la tinción y el etiquetado especializado para generar el contraste de la imagen. Por lo tanto, es un desafío obtener información sobre la química funcional de los componentes intracelulares. Aquí demostramos una técnica para el mapeo químico sin etiqueta intracelular con resolución a nanoescala (~ 30 nm). Utilizamos un microscopio óptico basado en una sonda iluminado con un láser de infrarrojo medio cuyas longitudes de onda excitan los modos de vibración de los grupos funcionales que se encuentran dentro de las moléculas biológicas. Como demostración, mapeamos químicamente estructuras intracelulares en células de mieloma múltiple humano y comparamos las morfologías con micrografías electrónicas de la misma línea celular. También demostramos el mapeo sin etiquetas en longitudes de onda elegidas para apuntar a las firmas químicas de proteínas y ácidos nucleicos, de una manera que puede usarse para identificar marcadores bioquímicos en el estudio de enfermedades y farmacología.

La ruta estándar hacia el conocimiento ultraestructural, la microscopía electrónica (EM), utiliza muestras que se tiñen con metales pesados ​​para generar contraste de absorción de electrones y conductividad eléctrica. Por lo general, se incrustan en resina para resistir el bombardeo de electrones en el vacío en un proceso que lleva varios días. Además, en ausencia de un inmunomarcaje muy específico, las imágenes EM solo brindan información morfológica y solo revelan las características ultraestructurales que toman la tinción.

Una variedad de microscopías de fluorescencia de superresolución también permiten obtener imágenes de subdifracción de estructuras celulares1,2, pero todas requieren etiquetas que sean específicas para el problema en cuestión y, a menudo, se basan en un conocimiento a priori de las estructuras para un etiquetado efectivo. En la práctica, el fotoblanqueo de los fluoróforos, así como los problemas de estabilidad y especificidad, limitan la precisión con la que se pueden localizar las etiquetas. Incluso si se superan tales desafíos técnicos, la capacidad de localizar estructuras está limitada por la distancia entre la estructura objetivo y el fluoróforo, establecida por las longitudes de las etiquetas fluorescentes y las moléculas de enlace utilizadas, que suelen ser de varios nanómetros cada una3. Fundamentalmente, también existe el riesgo de que el etiquetado perturbe la biología de las muestras1.

La espectroscopia infrarroja (IR) y la formación de imágenes se utilizan ampliamente para obtener información química cuantitativa sin etiquetas, pero el límite de difracción generalmente lo hace incapaz de generar imágenes a nivel intracelular. Para superar este límite, se han desarrollado varias técnicas de imagen basadas en sondas que combinan el poder de resolución a nanoescala de la microscopía de fuerza atómica (AFM) con la sensibilidad química de la espectroscopia IR4,5. Utilizamos microscopía óptica de campo cercano de barrido de tipo dispersión (s-SNOM), donde la sonda AFM está iluminada por un láser IR sintonizable. Recolectar y analizar la luz IR retrodispersada desde la pequeña región donde interactúan la punta y la muestra nos permite inferir las propiedades de absorción IR del material de muestra en esa región. Ajustar el láser nos permite obtener imágenes con especificidad química sin necesidad de tinción o etiquetado. Es importante destacar que imaginamos el material biológico en sí. Detectamos características ultraestructurales que nunca antes se habían reflejado directamente con luz, lo que aumenta la posibilidad de encontrar nuevas estructuras intracelulares que no aparecen en EM.

s-SNOM se ha empleado anteriormente para obtener imágenes de muestras biológicas aisladas, como complejos de proteínas6,7,8, virus9 y fibrillas de amiloide10, así como para obtener imágenes de la superficie de células enteras11,12,13. También se han obtenido imágenes de estructuras intracelulares en células y tejidos en organismos unicelulares14 y tejido retiniano de pez cebra15, respectivamente. Aquí nos basamos en esto mediante el mapeo químico de estructuras intracelulares en células de mieloma múltiple humano, incluidas, según el conocimiento de los autores, las primeras imágenes de subdifracción directamente ópticas del retículo endoplásmico (RE), las mitocondrias (Mt) y los componentes fibrilares en los nucléolos. Al variar la longitud de onda de la iluminación para apuntar a diferentes grupos químicos en las células, también demostramos el aislamiento de la ultraestructura de una manera que tradicionalmente solo se logra con un etiquetado altamente específico.

En nuestra configuración de s-SNOM (Fig. 1), un láser de cascada cuántica (QCL) de IR medio ilumina una sonda conductora aguda que, debido al llamado efecto de pararrayos, establece un campo óptico mejorado y muy localizado en su punta16 ,17. La presencia de la muestra modifica este campo de modo que las propiedades de absorción de IR locales de la muestra pueden recuperarse de la luz retrodispersada18. En particular, para osciladores débiles como los modos de vibración probados aquí, la fase de la luz retrodispersada es proporcional al término de atenuación del índice de refracción complejo y, por lo tanto, también es proporcional al coeficiente de absorción de campo lejano en la longitud de onda de imagen particular19. Fundamentalmente, la resolución espacial de las imágenes está determinada por el tamaño de la punta de sondeo, no por la longitud de onda de la luz16,20, lo que nos permite vencer a la difracción en típicamente dos órdenes de magnitud para nuestra longitud de onda de imagen de \(\sim\)6 µm .

La luz del láser de cascada cuántica (QCL) infrarroja (IR) se divide en dos brazos con un divisor de haz (BS). Un brazo se enfoca hacia abajo con un espejo parabólico (PM) a una sonda metálica afilada que oscila a una frecuencia Ω por encima de una muestra. El otro brazo está modulado en fase a la frecuencia M por un espejo vibratorio (VM) y sirve como haz de referencia. La luz retrodispersada de la sonda y el haz de referencia se detectan con un detector de telururo de mercurio y cadmio (MCT) mientras se escanea la muestra en una platina piezoeléctrica. Las propiedades ópticas de la muestra se recuperan de la luz retrodispersada.

Aquí optamos por aplicar la tecnología a las células de mieloma múltiple porque son un ejemplo de una importante enfermedad humana en la que los mecanismos patológicos cruciales ocurren a nivel de células individuales21, lo que las hace particularmente adecuadas para nuestro enfoque. También están bien estudiados con transmisión EM (TEM)22,23. Las células se fijan, se incrustan en resina epoxi y se seccionan a (70–200) nm, pero se dejan sin osmicar para permitir la obtención de imágenes sin etiquetas. Las secciones utilizadas para la obtención de imágenes con s-SNOM se colocan sobre un sustrato de silicio cuya reflectividad aumenta la señal y mejora la calidad de la imagen24. Los detalles sobre la elección del grosor de la sección y el efecto de un sustrato reflectante se proporcionan en las Notas complementarias 1 y 2, respectivamente. Las secciones de células adicionales se tiñen posteriormente con acetato de uranilo y citrato de plomo y se toman imágenes con TEM para comparar las imágenes de s-SNOM.

Crítico para la técnica es un esquema de detección pseudo heterodino25. La señal medida en el detector se analiza en armónicos de la frecuencia de oscilación de la sonda, Ω, que se dividen en bandas laterales separadas por la frecuencia de modulación de fase, M, del espejo de referencia vibratorio. Para las imágenes presentadas en este artículo, se utiliza el tercer armónico de la frecuencia de oscilación de la sonda. Esto produce una medición de fase sin fondo, altamente sensible a la superficie, \({\phi }_{3}\). Se elige el tercer armónico ya que los armónicos más bajos generalmente están contaminados por una señal de fondo, mientras que los armónicos más altos exhiben una relación señal-ruido más baja. Se proporciona un conjunto de imágenes recopiladas en cada armónico disponible, n, en la Fig. 1 complementaria para completar. Además de las mediciones de fase, el sistema s-SNOM también recupera mediciones de amplitud óptica y topografía de muestra. Los mapas representativos de estas cantidades y una explicación de la información que contienen se proporcionan en la Fig. 2 complementaria.

La Figura 2a es una imagen de s-SNOM de una célula de mieloma adquirida a 1667 cm−1, una longitud de onda que excita los modos de vibración en los restos de amida que están presentes en las proteínas y las nucleobases. El cambio de fase medido, \({\phi }_{3}\), es proporcional a la absorción de la muestra y, por tanto, a esta longitud de onda, a la densidad de amida. Las características morfológicas del mapa químico resultante permiten la identificación de varias estructuras intracelulares, incluido un núcleo multilobulado delimitado por una membrana nuclear (NM) y que contiene un nucléolo (Nuc). Se observan características ultraestructurales similares en la imagen TEM de una célula de mieloma (Fig. 2b), lo que respalda la identificación de estructuras.

un mapeo químico de s-SNOM de células de mieloma adquiridas en 1667 cm−1, dirigido a grupos amida en proteínas y nucleobases. Los recuadros a(i) y a(ii) son imágenes s-SNOM de mayor resolución. b, c TEM de células de mieloma teñidas posteriormente con acetato de uranilo y citrato de plomo pero sin osmicar. Los recuadros c(i) y c(ii) muestran estructuras con mayor detalle. d Perfil espacial de la señal s-SNOM a lo largo de la línea roja en a (ii). Membrana nuclear NM, nucléolo Nuc, retículo endoplásmico ER, mitocondrias Mt. Barras de escala de 2 µm (a, b), 1 µm (c) y 500 nm (a(i), a(ii), c(i), c(ii)).

El nivel más alto de absorción de amida se produce en el nucléolo. Este es el sitio de la biogénesis de los ribosomas, que se basa en muchas proteínas, incluidas la fibrilarina, la nucleolina y la nucleofosmina26,27,28. La membrana nuclear también tiene un alto contenido de proteína29 y, por lo tanto, exhibe una alta absorción de amida en el mapeo químico. El patrón granular dentro de la envoltura nuclear es la cromatina, compuesta de ADN estrechamente enrollado alrededor de las proteínas histonas30.

Las imágenes de s-SNOM de mayor resolución (Fig. 2a (i y ii)) revelan estructuras que identificamos como ER y Mt, visibles en esta longitud de onda debido a su contenido de proteínas y ácidos nucleicos31,32. Se observa una morfología similar en las imágenes TEM de ER y Mt en la Fig. 2c (i y ii), lo que respalda una vez más nuestra identificación.

La figura 2d muestra un escaneo de línea de la señal de s-SNOM a lo largo de la línea roja en la figura 2aii, que cruza el borde de una mitocondria. El perfil espacial se promedia sobre un ancho de 6 nm (3 píxeles) y demuestra una resolución espacial de ≈30 nm. Este nivel de resolución espacial se logra de forma rutinaria con estas muestras biológicas (Fig. 3 complementaria), pero esperamos que una mayor optimización de la técnica de imagen mejore esta resolución. Por ejemplo, se han informado resoluciones de s-SNOM de hasta ~5 nm con muestras inorgánicas utilizando sondas personalizadas más nítidas33.

La Figura 3a es un espectro de absorción de campo lejano de secciones de células de mieloma que se prepararon con un protocolo fijado en formalina e incluido en parafina (FFPE), seccionadas a un espesor de 1 µm y posteriormente desparafinadas de tal manera que la absorción medida no tiene un contribución del medio de inclusión. Usamos este espectro de absorción de campo lejano para informar nuestra elección de longitud de onda para el mapeo químico con s-SNOM.

a Espectro de absorción de secciones de células de mieloma desparafinadas fijadas con formalina e incluidas en parafina (FFPE). b (i–iv) Imágenes de s-SNOM de una sola célula de mieloma adquiridas en longitudes de onda de cada una de las bandas indicadas en (a). Barras de escala de 2 μm.

Las bandas de absorción de amida I y II son agregados de muchos modos de vibración exhibidos por los restos de amida y se usan de forma rutinaria en la espectroscopia IR para analizar el contenido de proteína de las muestras34, incluso en estudios a nanoescala con s-SNOM10,14. La banda de fosfodiéster (PO2) corresponde a los restos de PO2 que se encuentran en la columna vertebral de los ácidos nucleicos y los fosfolípidos. Su concentración relativa se puede utilizar como un biomarcador fiable para el cáncer35. La banda etiquetada como C-O se compone predominantemente de modos vibratorios C-O en la ribosa, el azúcar de cinco carbonos en los ácidos nucleicos, así como también en lípidos y carbohidratos. Si bien una variedad de macromoléculas también pueden contribuir a la absorción en las bandas PO2 y C–O en diferentes regiones celulares, ambas se usan de manera rutinaria34 para analizar el contenido de ácido nucleico en la región nuclear. Observamos que gran parte del contenido de lípidos se elimina de las células cuando se eliminan con xileno, lo que explica la falta de un pico de absorción a aproximadamente 1730 cm−1. Para completar, en la Fig. 4 complementaria se muestra un espectro de absorción para las células de mieloma incrustadas en resina utilizadas para la obtención de imágenes de s-SNOM.

La figura 3b muestra el mapeo químico de una sola célula de mieloma en longitudes de onda que representan cada uno de los cuatro picos de absorción de la figura 3a. La figura 3bi, en el pico de la amida I, sirve principalmente como un medio para mapear la densidad de proteínas en toda la célula, aunque también hay contribuciones de las nucleobases. La ubicuidad de las proteínas en las células da como resultado que toda la célula muestre una fuerte absorción en comparación con la resina de inclusión, que absorbe solo débilmente a esta longitud de onda.

La absorción más fuerte se observa en estructuras densas en proteínas, como el nucléolo y la membrana nuclear, como en la Fig. 2a. La Figura 3bii también mapea estructuras que contienen amida, aquí usando una longitud de onda en la banda de amida II. Las mismas estructuras se ven en la celda pero a niveles de absorción general más bajos, lo que corresponde a la diferencia en las alturas de los picos en el espectro de absorción en la Fig. 3a.

La Figura 3b (iii y iv) son mapas químicos adquiridos con longitudes de onda en las bandas PO2 y C–O, respectivamente. En ambas longitudes de onda, se exhibe una fuerte absorción cerca de la membrana nuclear y en la periferia de los nucléolos, que atribuimos principalmente a los ácidos nucleicos densamente empaquetados en la cromatina30. El citoplasma y los nucléolos muestran una mayor absorción a 1235 cm−1 que a 1020 cm−1. Atribuimos esto a la presencia de fosfolípidos29, que tienen muchos modos vibrónicos activos a 1235 cm−1, pero muchos menos a 1020 cm−1 en el borde de la banda C–O34. Por lo tanto, suponemos que 1020 cm−1 es la longitud de onda de imagen más adecuada para aislar ácidos nucleicos.

Los mapas químicos de mayor resolución con longitudes de onda de imágenes en las bandas amida I y C-O se muestran en la Fig. 4a, b, respectivamente. Esta célula parece estar binucleada, como se observa con frecuencia en las células de mieloma múltiple36,37,38,39, con dos nucléolos densos en proteínas y membranas nucleares visibles en la Fig. 4a. Una imagen de mayor aumento de uno de los nucléolos (Fig. 4a (i)) muestra varias estructuras en forma de herradura con alta densidad de amida que rodean áreas de menor densidad de amida. Los identificamos como componentes fibrilares densos (DFC) y centros fibrilares (FC), respectivamente40. El resto del nucléolo está formado por un componente granular40. Las imágenes TEM de gran aumento de nucléolos (Fig. 5 complementaria) también muestran DFC y FC, lo que respalda nuestra identificación. Imágenes adicionales de gran aumento de nucléolos adquiridas con s-SNOM se muestran en las figuras complementarias. 6 y 7. Curiosamente, las DFC no se pueden ver en la Fig. 4b (i), lo que sugiere que exhiben poca absorción a una longitud de onda de 1020 cm−1. Esto se confirma en la Fig. 4c por los perfiles espaciales de la señal s-SNOM en ambas longitudes de onda de imagen a través de un DFC (línea magenta en la Fig. 4a (i)).

Mapeo químico de s-SNOM de una sola célula de mieloma con longitudes de onda de imagen en las bandas amida I (a) y C–O (b). Los recuadros a(i) yb(i) muestran estructuras con mayor detalle. Centro fibrilar FC, componente fibrilar denso DFC. Perfiles espaciales de la señal s-SNOM a lo largo de las líneas magenta (c) y verde (d) en ambas longitudes de onda de imagen promediadas sobre un ancho de 75 nm (5 píxeles). Barras de escala de 3 µm (a, b) y 500 nm (a(i), b(i)).

Sorprendentemente, también hay regiones de alta densidad de ácido nucleico, indicadas por flechas cian en la Fig. 4b (i), que no se detectan en el mapeo de amida en la Fig. 4a (i), lo que sugiere que tienen una baja densidad de amida. Esto se confirma en la Fig. 4d por los perfiles espaciales de la señal s-SNOM a lo largo de la línea verde en la Fig. 4b (i). Más ejemplos de aislamiento de subconjuntos de estructura celular de esta manera se muestran en las Figs. complementarias. 6 y 7. En la Fig. 8 complementaria, mostramos que la firma IR de la resina de inclusión no afecta notablemente nuestra capacidad de generar imágenes con especificidad química.

Hemos utilizado s-SNOM para realizar un mapeo químico sin etiquetas de células eucariotas, combinando imágenes basadas en sondas a nanoescala con la sensibilidad química de la espectroscopia IR. Al inspeccionar la morfología de los mapas químicos de las células, identificamos muchas estructuras intracelulares y las validamos comparándolas con imágenes TEM de apoyo. Según el conocimiento de los autores, este documento proporciona las primeras imágenes ópticas directas de subdifracción de ER, Mt, DFC y centros fibrilares en nucléolos.

Además de esto, hemos cartografiado proteínas y ácidos nucleicos en las células centrándonos en sus firmas IR ampliamente conocidas y ampliamente utilizadas. Esto permitió aislar subconjuntos de la ultraestructura celular, por ejemplo, DFC ricas en proteínas y regiones de alto contenido de ácido nucleico en los nucléolos.

La cuantificación de las estructuras intracelulares, en número, tamaño y composición química, es un aspecto importante de la microscopía. Aunque esto es posible con células marcadas en técnicas de fluorescencia de superresolución, se ha demostrado que la densidad de marcado afecta tanto al número de estructuras observadas como a su tamaño aparente41. La naturaleza libre de etiquetas de s-SNOM, por otro lado, significa que el mapeo químico puede ser completamente cuantitativo y viene sin tales sesgos de etiquetado. Además, la conversión de señales s-SNOM a parámetros ópticos de uso común, como el índice de refracción, también es posible mediante algoritmos de procesamiento de imágenes13.

Creemos que esta capacidad de obtención de imágenes intracelulares cuantitativas ofrece un potencial considerable para el descubrimiento de biomarcadores de enfermedades a nanoescala42, así como para caracterizar la eficacia y los mecanismos operativos de una amplia gama de tratamientos, en particular fármacos como bortezomib y osimertinib43, que por lo general tienen efectos distintos. firmas químicas que se pueden explotar con s-SNOM. Ya se ha demostrado la s-SNOM correlativa y la microscopía óptica15, y esperamos que la correlación adicional con EM también sea posible con adaptaciones de las técnicas actuales44,45. Por lo tanto, esperamos que s-SNOM pueda complementar las técnicas de fluorescencia de superresolución y EM para ayudar a comprender los mecanismos celulares en una variedad de áreas de investigación, incluso en respuestas inmunitarias como NETosis46.

En nuestra longitud de onda operativa de ~6 µm, nuestra resolución de ~30 nm ya es ~100 veces mejor que el límite de difracción. Dado que la resolución espacial máxima alcanzable en s-SNOM está relacionada con el tamaño de la punta de la sonda de exploración20, se puede esperar una mejor resolución si se utiliza una punta más afilada, aunque en detrimento de la relación señal-ruido de la imagen. Los desarrollos que conducen a una mayor sensibilidad en las imágenes de s-SNOM, por ejemplo, empleando nanoantenas IR8 o técnicas de mejora de la punta47, podrían ayudar a aliviar este problema de señal a ruido. También esperamos que al experimentar con esquemas de preparación de muestras que conserven mejor la información morfológica y química, la resolución de la imagen mejore hacia ~1 nm informado en muestras inorgánicas48.

Dado que s-SNOM se realiza en condiciones ambientales, con solo unos pocos milivatios de potencia IR, las muestras no necesitan estar incrustadas en resina y la tecnología debe ser adecuada para obtener imágenes de secciones de estilo FFPE42. Estos últimos se preparan rutinariamente para histopatología en una fracción del tiempo y costo de las muestras EM. Esto podría dar lugar a importantes aplicaciones clínicas en las que dar a los histopatólogos acceso rutinario a información ultraestructural sin cambiar el flujo de trabajo podría mejorar drásticamente la monitorización de los marcadores de enfermedades.

Las células RPMI-8226 se cultivaron en un medio RPMI 1640, suplementado con suero bovino fetal al 10 %, penicilina (100 U/mL) y estreptomicina (100 μg/mL) según lo realizado por Zlei et al.49. Las células se adquirieron de la American Type Culture Collection, se verificaron anualmente mediante análisis breves repetidos en tándem y se analizaron para detectar micoplasma cada 3 o 4 meses.

Para realizar imágenes de s-SNOM y TEM de células RPMI, se sedimentaron 25 × 106 células, se lavaron en tampón de ácido 4-(2-hidroxietil)-1-piperazinaetanosulfónico (HEPES) 0,1 m (pH 7,2), se fijaron con glutaraldehído al 2,5 % en HEPES durante 2 h a 4 °C y lavado 3 × 10 min con HEPES. A partir de entonces, los gránulos se deshidrataron en una concentración graduada de etanol (50 %, 70 %, 95 % y seco 100 % v/v), 3 x 5 min, seguido de 3 x 10 min en acetonitrilo (Sigma-Aldrich, Reino Unido). Luego, las muestras se infiltraron progresivamente con soluciones al 50 %, 75 % y 100 % de resina Quetol (Sigma) en acetonitrilo a TA (2 h × 50 % de resina, durante la noche × 75 % de resina y 2 × cambios de 100 % de resina durante tres días) y curado a 60 °C durante 24 h. Las muestras seleccionadas se tiñeron posteriormente con acetato de uranilo al 5 % (AU, 5 min) y citrato de plomo (CL, 3 %, 5 min), ambos preparados en agua bidestilada. Los gránulos incrustados se cortaron con un ultramicrótomo Leica UC7 (Leica, Austria) con un cuchillo de diamante de 35 ° (Diatome, Suiza) a un grosor de (70–200) nm. Las secciones se recolectaron inmediatamente en rejillas de cobre TEM recubiertas de carbono (Agar Scientific, Reino Unido) o en chips de obleas de silicio (NanoAndMore), luego se secaron y almacenaron hasta su uso posterior.

Para obtener un espectro de absorción de campo lejano, se prepararon células RPMI-8226 con un protocolo FFPE estándar. Se utilizó un micrótomo Leica 1400 (Leica, Alemania) con una hoja de acero inoxidable de 22° (S22, Feather, Japón) para cortar secciones a un espesor de 1 µm. Las secciones se colocaron en un portaobjetos de fluoruro de calcio y se desparafinizaron con xileno (2 × 3 min) seguido de etanol (100 %, 2 × 3 min).

Un sistema de microscopio comercial de campo cercano (neaSNOM, NeaSpec, Alemania) equipado con un sistema QCL (MIRcat-QT, Daylight Solutions, EE. UU.) con cuatro chips láser que cubren un rango espectral de \(\sim\)(900–1900) cm −1 se utilizó para la obtención de imágenes de s-SNOM. Se empleó un esquema de detección pseudoheterodino25 para obtener mediciones de fase sin fondo. Las sondas disponibles comercialmente (Arrow NCPt, NanoWorld, Suiza) con frecuencia resonante \(\sim\)285 kHz se manejaron en modo tapping con \(\sim\)50 nm de amplitud. Gwyddion se utilizó para el procesamiento básico de imágenes, como la corrección de ruido de línea y la extracción de perfiles de línea a partir de datos de imagen.

Las imágenes de TEM de células de mieloma se llevaron a cabo a 120 kV (JEOL 2100 TEM, JEOL).

El espectro de absorción de campo lejano de las células de mieloma se obtuvo con un espectrómetro IR de transformada de Fourier comercial (Vertex 70, Bruker, EE. UU.) con accesorio de microscopio IR Hyperion, operado en modo de transmisión.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen de informes de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Las imágenes s-SNOM y TEM están disponibles en el repositorio de BioImage Archive con el código de acceso S-BIAD612. Los datos de espectros de absorción sin procesar están disponibles en https://doi.org/10.6084/m9.figshare.22277086.v1. La información complementaria se proporciona en un documento separado.

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Descargar referencias

CCP y GEG reconocen el apoyo financiero de EPSRC (EP/N509486/1, EP/R513052/1). HWA reconoce el apoyo de Cancer Research UK (C41494/A29035). CCP y DK reconocen el apoyo de Cancer Research UK (C68186/A28503). Los autores agradecen a Sandra Iles por producir el bloque FFPE utilizado para obtener el espectro de absorción de campo lejano de las células de mieloma múltiple.

Grupo Experimental de Estado Sólido, Departamento de Física, Imperial College London, Londres, Reino Unido

George E. Greaves, Darya Kiryushko y Chris C. Phillips

Departamento de Materiales y Centro de Nanotecnología de Londres, Imperial College London, Londres, Reino Unido

Darya Kiryushko y Alexandra E. Porter

Departamento de Inmunología e Inflamación, Centro Hugh and Josseline Langmuir para la Investigación del Mieloma, Imperial College London, Londres, Reino Unido

Holger W Auner

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El proyecto fue concebido y coordinado por CCP y AEP Las células de mieloma donadas por HWA fueron preparadas en secciones por DK Las imágenes s-SNOM fueron adquiridas y analizadas por GEG Las imágenes TEM fueron adquiridas por DK Los bloques FFPE de mieloma fueron preparados para su uso en un espectrómetro FTIR y posteriormente medido por GEG El documento fue escrito por GEG con contribuciones de otros autores. Todos los autores han leído y reconocido el artículo.

Correspondencia a George E. Greaves o Chris C. Phillips.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Communications Biology agradece a Le Wang, Stefan Stanciu y Xiaoji Xu por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Editores principales de manejo: Chao Zhou y Manuel Breuer. Un archivo de revisión por pares está disponible.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a los reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso abierto Este artículo tiene una licencia internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, el intercambio, la adaptación, la distribución y la reproducción en cualquier medio o formato, siempre que se otorgue el crédito correspondiente al autor o autores originales y a la fuente. proporcionar un enlace a la licencia Creative Commons e indicar si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la regulación legal o excede el uso permitido, deberá obtener el permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Greaves, GE, Kiryushko, D., Auner, HW et al. Mapeo a nanoescala sin etiquetas de la química de orgánulos intracelulares. Commun Biol 6, 583 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04943-7

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Recibido: 13 enero 2023

Aceptado: 15 de mayo de 2023

Publicado: 31 mayo 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-04943-7

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